En química orgánica, la síntesis de péptidos es la producción de péptidos, compuestos orgánicos en los que numerosos aminoácidos se encuentran unidos mediante enlaces peptídicos, llamados también enlaces amida. El proceso biológico de producción de polipéptidos (proteínas) se conoce como biosíntesis de proteínas. thumb|center|upright=4.1|alt=Imagen - Síntesis de Péptidos.|600px| SPPS en una resina amida de Rink con un aminoácido Fmoc-α-protegido.

Química La síntesis peptídica tiene lugar cuando el grupo carboxilo (C-terminal) de un aminoácido se une al grupo amino (N-terminal) de otro. Normalmente, debido a la posibilidad de reacciones no deseadas, la presencia de grupos protectores se hace necesaria. La reacción química de síntesis de un péptido empieza en el extremo C-terminal del péptido y acaba en su extremo N-terminal. En esto difiere de la biosíntesis proteica, que comienza en el extremo N-terminal.

Síntesis en solución La síntesis en solución o fase líquida, el método clásico en la síntesis de péptidos, ha sido reemplazada en la mayoría de laboratorios por la síntesis en fase sólida (ver más adelante). Pese a ello, no deja de ser útil cuando es preciso producir péptidos a gran escala, con fines industriales.

Síntesis en fase sólida (SPPS) thumb|250px|Etapa de acoplamiento en la SPPS. La síntesis peptídica en fase sólida (SPPS en sus siglas en inglés), cuyo pionero fue Robert Bruce Merrifield, constituyó un cambio de paradigma para la comunidad científica dedicada a la síntesis química de péptidos. En la actualidad es el método usado en la creación de péptidos y proteínas en laboratorio. La SPPS permite sintetizar péptidos naturales difíciles de expresar en bacterias, incorporar aminoácidos no proteicos, modificar el esqueleto de péptidos y proteínas y sintetizar proteínas a partir de D-aminoácidos.

En esta síntesis, pequeñas bolas sólidas, porosas pero insolubles, son tratadas con unidades funcionales (agentes de acoplamiento) sobre las que se construyen las cadenas peptídicas. El péptido permanece unido covalentemente a la bola hasta que es desanclado por reactivos como el fluoruro de hidrógeno líquido o el ácido trifluoroacético (TFA). El péptido queda así inmovilizado en la fase sólida y permanece retenido durante el proceso de filtrado, mientras que los reactivos de la fase líquida y los subproductos de la síntesis son eliminados.

La SPPS sigue una pauta general de ciclos repetitivos de acoplamiento-lavado-desprotección-lavado. El extremo libre amino terminal de un péptido unido en una fase sólida se acopla (ver más adelante) a una única unidad aminoacídica N protegida. Esta unidad es entonces desprotegida, mostrando así un nuevo extremo amino al cual puede unirse otro aminoácido. La superioridad de esta técnica reside en parte en la habilidad con que se lleven a cabo los ciclos de lavado después de cada reacción, en los que se elimina el exceso de reactivo mientras que el péptido de interés permanece unido covalentemente a la resina insoluble.

La cuestión más importante aquí es obtener en cada etapa un rendimiento lo más elevado posible. Por ejemplo, si se pretende un rendimiento del 99% en cada ciclo de acoplamiento, un péptido de 26 aminoácidos acaba sintetizado con un rendimiento neto del 77% (asumiendo un rendimiento del 100% en cada desprotección); si se espera un rendimiento del 95% en cada ciclo, el péptido es sintetizado con un rendimiento final del 25% . Para ello cada aminoácido es añadido en exceso y el acoplamiento entre aminoácidos se optimiza gracias a una serie de reactivos determinados.

Los dos métodos de síntesis peptídica más habitualmente usados son el Fmoc y el t-Boc. Al contrario que en la síntesis proteica llevada a cabo por los ribosomas, la síntesis peptídica en fase sólida progresa desde el extremo C-terminal al extremo N-terminal. Los N-términos de los monómeros aminoacídicos son protegidos por estos dos grupos y añadidos a una cadena aminoacídica desprotegida.

Si bien se dispone de sintetizadores automatizados que realizan ambas técnicas, aún hoy muchos equipos de investigación continúan realizando la SPPS manualmente.

La SPPS presenta limitaciones de rendimiento (este disminuye a medida que las reacciones se suceden) y normalmente los péptidos y proteínas de alrededor de 70 aminoácidos constituyen el límite de las posibilidades de la polimerización sintética. Estas limitaciones tienen que ver también con la secuencia, siendo los péptidos y las proteínas amiloides normalmente difíciles de obtener. Sin embargo, pueden conseguirse polímeros de mayor longitud usando el ligamiento químico nativo, con un rendimiento cuantitativo.

Desde que se introdujo hace más de 40 años, la SPPS ha mejorado sustancialmente. Para empezar, se han optimizado las resinas originales. Además, se ha logrado que los agentes de acoplamiento que actúan entre el aminoácido C-terminal y la resina de poliestireno aumenten la cantidad de producto obtenido mediante la mejora de los procesos de unión y desanclaje. Por otro lado, los grupos que protegen las cadenas laterales han evolucionado reduciendo la aparición de reacciones colaterales no deseadas. A esto hay que añadir la introducción de nuevos grupos activadores del extremo carboxilo del aminoácido añadido, que han optimizado el acoplamiento y han reducido la epimerización. En general se ha mejorado todo el proceso en sí.

En el informe inicial de Merrifield, la desprotección del grupo amino alfa resultaba en la formación de una sal a partir del péptido y la resina, que requería ser neutralizada con una base antes del acoplamiento. En el tiempo que pasaba entre la neutralización del grupo amino y el acoplamiento con el siguiente aminoácido se producía la agregación entre péptidos, principalmente mediante la formación de estructuras secundarias, lo que afectaba negativamente al acoplamiento. El equipo de Kent demostró que si la neutralización se producía paralelamente a la unión del siguiente aminoácido, el acoplamiento mejoraba. Cada uno de estos progresos ha contribuido a que la SPPS sea en la actualidad un método robusto.

Síntesis peptídica Fmoc en fase sólida La capacidad del fluoruro de hidrógeno para degradar las proteínas en las condiciones del desanclaje final condujo a la introducción de un nuevo protector del grupo amino alfa, basado en el 9-fluorenilmetoxicarbonilo (Fmoc). El método Fmoc permite una acción de desprotección más suave. Este método utiliza una base, normalmente la piperidina (20%-50%) en DMF para la eliminación del grupo Fmoc y que el grupo amino alfa quede expuesto y listo para reaccionar con un nuevo aminoácido activo. Al contrario que los métodos t-Boc, en los que se utiliza un ácido para desproteger el grupo amino alfa, la SPPS Fmoc usa una base, con lo cual la amina expuesta resulta neutra. Así pues, no es necesaria la posterior neutralización de la resina-péptido, si bien la ausencia de interacción electrostática de tipo repulsivo entre los péptidos puede aumentar el proceso de agregación.

Paralelamente al desarrollo del método Fmoc para la SPPS, se han creado diversas resinas que pueden ser retiradas por el TFA. De forma similar a la estrategia t-Boc, se usan dos resinas primarias, dependiendo de si se precisa una amida o un ácido carboxílico en el extremo C-terminal. La resina de Wang es la más usada para péptidos con ácidos carboxílicos C-terminales. Si se desea una amida C-terminal, entonces se usa la resina de Rink.

Los grupos protectores temporales se basan en el terc-butilo. El desanclaje final de la proteína de la resina y la posterior eliminación de los grupos protectores permanentes son llevadas a cabo por el TFA en presencia de recolectores. De este modo, el método Fmoc es ortogonal en dos direcciones: la desprotección del grupo amino alfa y el desanclaje final de la resina son mecanismos independientes. El producto final es una sal de TFA, más difícil de solubilizar que las sales de fluoruro generadas por la SPPS con el método t-Boc. Este método, por tanto, es más suave que el t-Boc, en la medida en que los ciclos de desprotección y desanclaje de la resina ocurren en otras condiciones, y no porque la velocidad de las reacciones sea diferente.

Síntesis peptídica t-Boc en fase sólida El método original para la síntesis de proteínas se basaba en el terc-Butiloxicarbonilo (t-Boc) como protector temporal del grupo amino alfa. En este método, el grupo t-Boc se une covalentemente al grupo amino para eliminar su reactividad nucleofílica. El aminoácido C-terminal queda unido covalentemente a la resina a través de un agente de acoplamiento. A continuación, el grupo t-Boc es eliminado con un ácido como el TFA. Esto resulta en la formación de un grupo amino cargado positivamente, que queda simultáneamente neutralizado y acoplado a un aminoácido activo.

La compleción de las reacciones se ve facilitada por la adición en exceso del reactivo (del doble al cuádruple). Tras cada etapa de desprotección y acoplamiento se realiza un lavado con Dimetilformamida (DMF) para eliminar los reactivos remanentes, con lo que se consigue un elevado rendimiento (99%) en cada ciclo.

Cabe notar que las resinas se han mejorado mucho, lo que ha incrementado su capacidad para resistir el uso repetido de TFA en cada etapa de desprotección. Además, existen diferentes resinas que permiten el uso de distintos grupos en el extremo C-terminal. La resina de Fenilacetamidometilo (PAM) produce el clásico ácido carboxílico en posición C-terminal. Por su parte, la 4-Metilbenzhidrilamina (MBHA) produce una amida C-terminal, útil si se quiere mimetizar el interior de una proteína.

Normalmente se usa como protectores permanentes de las cadenas laterales el bencilo o los grupos basados en el bencilo. El desanclaje final del péptido transcurre en paralelo a la desprotección de la cadena lateral mediante fluoruro de hidrógeno líquido vía desanclaje hidrolítico. El producto resultante es una sal de fluoruro que puede solubilizarse fácilmente. Cabe recalcar que recolectores como el cresol se añaden al fluoruro de hidrógeno para evitar que los cationes reactivos terc-butilo generen productos no deseados. De hecho, el fluoruro de hidrógeno es muy fuerte y su uso puede degradar algunos péptidos, cosa que en su momento alentó el desarrollo de una técnica de SPPS más suave, basada en bases lábiles, como es el método Fmoc.

Algunos investigadores prefieren el método t-Boc para las síntesis complejas. Por otro lado, si lo que se quiere es producir péptidos sintéticos sensibles a la alcalinidad (como los depsipéptidos), se necesita un grupo protector t-Boc, ya que el método Fmoc usa una base para proteger el grupo amino alfa.

Comparativa de la síntesis peptídica Fmoc y t-Boc en fase sólida Ambos métodos, el Fmoc y el t-Boc, ofrecen ventajas y desventajas. La elección de una u otra técnica dependerá de cada caso concreto.

Boc Fmoc Requiere de equipamiento especial Sí No Coste de los reactivos Bajo Alto Solubilidad de los péptidos Mayor Menor Pureza de los péptidos hidrofóbicos Elevada Puede ser menor Problemas de agregación Poco frecuentes Más frecuentes Tiempo de síntesis  20 min/aa  20-60 min/aa Desprotección final HF TFA Seguridad Potencialmente peligrosa Relativamente segura Ortogonal No Sí

Con la SPPS t-Boc debe usarse un equipamiento especial para manejar la etapa de desprotección y desanclaje final, que requiere fluoruro de hidrógeno. Como el desanclaje final del péptido en el método Fmoc se realiza mediante TFA, este requerimiento no es necesario en esta técnica.